2017年5月CRISPR/Cas亮点盘点

2017年5月30日/生物谷BIOON/—基因组编辑技术CRISPR/Cas9被《科学》杂志列为2013年年度十大科技进展之一,受到人们的高度重视。CRISPR是规律间隔性成簇短回文重复序列的简称,Cas是CRISPR相关蛋白的简称。CRISPR/Cas最初是在细菌体内发现的,是细菌用来识别和摧毁抗噬菌体和其他病原体入侵的防御系统。

即将过去的5月份,有哪些重大的CRISPR/Cas研究或发现呢?小编梳理了一下这个月生物谷报道的CRISPR/Cas研究方面的新闻,供大家阅读。

1.Cell:CRISPR基因编辑技术可用于改良西红柿品种
doi:10.1016/j.cell.2017.04.032

从它们硕大的果实以及紧密的枝干来看,西红柿的确是几千年人为培育的成果。然而,许多单独看来很有生产价值的性状背后的基因突变结合在一起反而会产生不如人意的结果。

来自冷泉港的遗传学家Zachary Lippman与同事们在鉴定出了这些有意思的基因突变之后,希望利用CRISPR基因编辑技术对西红柿进行改造,以提高其适应环境的能力以及产量。

他们此前筛选了4193中不同的西红柿品种,试图找到与分支有关的类型。在这一筛选中,他们找到了两类基因。这两种基因合起来导致了分枝的过度形成,其中一个就负责关节的退化。相关结果发表在最近一期的《Cell》杂志上。

另外一个基因则是负责果实上方伞盖状叶子的形成。该性状的具体作用目前并不清楚,但研究者们认为可能与果实的增重有关。

在找到了这些基因之后,研究者们利用CRISPR基因编辑技术抑制了它们的功能。除了这两个基因之外,另外一个负责开花数量的基因也接受了改造。在众多的改造的排列组合中,作者发现其中有一部分品种的产量得到了增加。

2.Nat Commun:默克开发替代性CRISPR基因组编辑方法
doi:10.1038/ncomms14958

德国达姆施塔特2017年5月17日电 /美通社/ — 领先的科技公司默克(Merck)开发了一种新的基因组编辑工具,能够让CRISPR变得更加高效、灵活和具有特征性,由此为研究人员带来更多的实验选择,并以更快的速度获得实验结果,从而加速药物开发和新疗法的诞生。

这项新技术名为“proxy-CRISPR”,能够覆盖先前无法到达的基因组区域。若是不开展大量重组工程工作,大多数在细菌中发现的天然CRISPR系统便无法在人类细胞中发挥作用。不过,proxy-CRISPR却能以快速简单的方法来提升它们的可用性,而且无需费力地对天然的CRISPR蛋白进行重组。

默克已经为proxy-CRISPR技术提交了多项专利申请。而这些指向proxy-CRISPR技术的专利申请也只是默克自2012年以来提出的众多CRISPR专利申请的一部分。

默克关于proxy-CRISPR的研究文章《Targeted Activation of Diverse CRISPR-Cas Systems for Mammalian Genome Editing via Proximal CRISPR Targeting》(借助近端CRISPR靶标,有目的性地激活多元化CRISPR-Cas系统,从而进行哺乳动物基因组编辑)在2017年4月7日版的《Nature Communications》(自然通讯)上发表。这篇文章主要是解释如何通过为DNA切割来开放基因组,使得CRISPR变得更加高效、灵活和具有特征性,从而让研究人员获得更多的编辑选择。

3.让医生仍束手无策的常见致盲眼病,基因编辑技术有望攻克
doi:10.1038/cr.2017.57

视网膜色素变性是一种遗传疾病,有60多种基因突变都会导致视网膜色素变性,目前没有有效的治疗手段,无数患者从小就笼罩在失明的阴影之下。

近日,广州市妇女儿童医疗中心珠江新城院区眼科副主任朱洁博士科研团队发表了一项突破性科研成果,他们通过对视细胞进行基因编辑,能有效防止视网膜细胞变性,并保留视网膜组织感光功能,有望帮助视网膜色素变性的患者摆脱失明的阴影。

视细胞分为视杆细胞与视锥细胞,前者分布在视网膜的周边区域,负责感受暗光、弱光、余光,后者分布在视网膜的中心区域,负责感受明光、强光和色觉等精确视觉。朱洁介绍,视杆细胞和视锥细胞其实是由同一种前体细胞分化而来,Nrl与Nr2e3两种基因可以调控前体细胞分化为视杆细胞,而抑制这两种基因的表达,可以分化出更多的视锥细胞,甚至可以将部分视杆细胞转化为视锥细胞。

基于这些发现,朱洁团队提出了一种新的治疗思路:通过国际通用的CRISPR-Cas9基因编辑技术,敲除视细胞上Nrl与Nr2e3这两个基因,使得前体细胞更多地分化为视锥细胞,甚至使得已有的视杆细胞转化为视锥细胞,这就能使得视网膜更不容易产生病变。

通过在因视网膜色素变性而导致失明的小鼠模型上进行实验,团队取得了初步成功:经过这种基因治疗的小鼠,在光照下可以检测到明显的视觉电信号的波动,意味着小鼠能“看见”,而对照组小鼠的视觉电信号则很微弱,显示它们已经接近失明。

研究显示,这一基因治疗方法可以有效防止细胞变性,并保留组织功能。近日,这项研究成果发表在了知名国际学术期刊《细胞研究》上。

4.微生物所在CRISPR适应机制方面取得系列进展

CRISPRs-Cas系统是广泛存在于细菌和古菌中的适应性核酸免疫系统。该系统具有丰富多样的功能组分和核酸处理机制,为人类提供了迄今最高效的基因组编辑技术(如CRISPR-Cas9系统)和基因检测技术(如CRISPR-C2c2/Cas13a系统),同时也为理解生命的进化与适应机制提供了前沿窗口。中国科学院微生物研究所微生物资源前期开发国家重点实验室向华研究组是我国较早从事CRISPR-Cas系统基础研究的团队,面对国际上长期缺乏CRISPR从纯病毒高效获取spacer的适应系统的困境,于2014年在古菌中建立了首个(所有系统中第二个)CRISPR-Cas系统对纯病毒的高效适应体系,揭示了嗜盐古菌I-B型CRISPR高效适应需要“引发”的本质,首次提出了引发适应可能是CRISPR系统在自然界对病毒发生高效适应的主要模式这一重要论断;并进一步发现除高效性外,引发适应还通过巧妙的PAM验证实现了严格的异己区分和高效的防病毒逃逸机制,回答了困扰科学家多年的CRISPR适应过程的高效性及异己区分难题(Nucleic Acids Res., 2014,42:2483–2492;Nucleic Acids Res., 2014,42:7226–7235)。相关工作作为CRISPR适应领域的重要发现已被Nature, Cell, Science, PNAS 等引用80余次。最近,向华研究组通过对该CRISPR系统的人工改建,又在CRISPR适应过程中spacer的长度决定和定点整合的位点识别机制方面连续取得了新的进展(Nucleic Acids Res., 2016,44:4266–4277;Nucleic Acids Res., 2017,45 : 4642-4654)。

CRISPR适应过程中,spacer整合反应往往发生于CRISPR结构的leader端且与其紧邻的repeat将发生精确复制。长期以来,国际上普遍认为整合复合物先识别repeat的一端,再通过严格的分子尺机制识别另一端,从而确定新复制repeat的尺寸和序列。但有意思的是,多个研究团队倾向于先识别序列保守的“repeat近leader”端,而另外有实验室则认为是先识别“repeat远leader”端。向华研究组巧妙设计了一个引发-整合相分离的CRISPR高效适应系统,通过系统的扫描突变鉴定了repeat内部两个关键的整合识别元件。其中,元件1(AACCC)严格位于“近leader”端整合位点的下游10 bp处,而“远leader”端整合反应严格地发生于元件2(GTGGG)下游约10 bp处。上述两元件为repeat识别所必需,且其间距的增减可在一定范围内相应增减repeat的固有尺寸,这说明在spacer整合过程中并不存在repeat长度的分子尺机制,而是整合复合物先识别近leader的repeat的内部关键元件,并通过10-bp左右的分子尺识别两端的整合反应位点(Nucleic Acids Res., 2016,44:4266–4277)。有意思的是,这一重要发现发表不久,很快得到了国际上其他团队在大肠杆菌中实验数据的支持,说明了该机制在不同CRISPR系统中具有普遍性。

关于spacer长度决定机制,2016年国际上两家重要实验室几乎同时解析了大肠杆菌spacer获取机器(Cas1-Cas2复合物)在底物结合状态下的晶体结构,他们发现该复合物的结构性限制提供了一个固定的分子尺,并界定了spacer的长度。但令人费解的是,在其它大多数的CRISPR系统中,spacer长度并非固定不变,而是具有一定的尺寸多态性。向华研究组进一步设计了一个CRISPR单一引发的适应系统,利用高通量测序技术,分析了近4万个新spacer的获取过程,发现与自然界已有的数据一样,这些spacer的尺寸并非固定不变,而是在一定范围内呈现正态分布。有意思的是,他们通过生物信息学分析检测到在spacer倒数第三个碱基位点上的胞嘧啶(C)偏好性,对相应位点的突变则可改变获取spacer的尺寸。该高通量数据结合分子遗传学实验分析,首次发现spacer获取机器不仅识别protospacer 5’一侧的PAM序列,而且识别protospacer 3’端的部分序列,这一序列特异性识别可对获取机器的分子尺机制进行微调,从而导致了spacer尺寸的多态性。该spacer获取的大数据分析工作,还观测到了适应机器在病毒模板上的滑脱(slip)和在整合过程中的翻转(flip)现象,并进一步证明了引发适应过程中双向寻取spacer的滑动(sliding)假说(Nucleic Acids Res., 2017,45 : 4642-4654)。

5.科学家创建简单高效棉花内源基因编辑筛选方法
doi:10.1038/srep44304

近日,中国农业科学院棉花研究所棉花抗逆鉴定课题组创建了一种简单高效的耐盐相关内源基因编辑突变体筛选方法,应用 CRISPR/Cas9 系统精确有效地编辑棉花的两个耐盐相关的内源基因,为棉花的基因功能研究和分子育种提供了新思路。相关论文在线发表于《 科学报告 》。

CRISPR/Cas9 来自微生物的免疫系统,其利用一种 Cas9 酶,把一段作为引导工具的小 RNA 识别靶标 DNA 位点,就能在此处对 DNA 进行切断或做其他改变。以往研究表明,CRISPR/Cas9 系统可以在多种植物中对靶标基因进行高效编辑。作为异源四倍体棉花的陆地棉基因组大而复杂,获得目标基因突变体的难度非常大,耐盐性的研究是世界性难题,而 CRISPR/Cas9 系统为获得棉花耐盐突变体提供了非常好的思路。

科研人员研究发现,对选取的棉花两个与耐盐相关的内源基因 GhCLA1 和 GhVP, CRISPR/Cas9 在棉花的原生质体中表达后,两个基因靶标位点的突变大部分是碱基的替换,而在转基因棉花植株中,该系统造成的靶标位点突变大部分是碱基的缺失。研究还发现,CRISPR/Cas9 系统在棉花细胞中具有目标特异性,即只瞄准那些为它们设定的目标基因。基于棉花基因组大而复杂的特点,该研究表明利用 CRISPR/Cas9 系统成功创建了一种对棉花内源基因编辑和筛选突变体的有效方法。

6.CRISPR专利争夺者再放大招!Nature、Cell两篇文章发现10种用于疾病诊断的CRISPR酶
doi:10.1016/j.molcel.2017.04.008; doi:10.1038/nature19802

图片来自Bryan Satalino。

最近来自加利福尼亚大学的研究人员通过研究描述了10种新型的CRISPR酶,这些酶一旦被激活其行为就像“吃豆人”一样能够“嚼碎”RNA,因此这些酶类或许能作为诊断传染性病毒的敏感检测器。这种新型的酶类是CRISPR蛋白—Cas13a的突变体,去年9月,来自伯克利的研究人员利用该蛋白实现了对来自病毒RNA的特异性序列进行检测,同时研究者表示,一旦CRISPR—Cas13a同其靶点RNA相结合后,其就会开始切割RNA,从而就能够轻松切掉和受体分子相关的RNA,并且产生荧光帮助研究者进行信号检测。

此前来自博德研究所的两个研究小组相继对CRISPR—Cas13a和RNA进行配对,并将构建好的新系统命名为SHERLOCK系统,该系统能够在极低浓度下对病毒的RNA进行检测,比如对登革热和寨卡病毒的RNA进行检测等。诸如这种系统就能够用来检测任何类型的RNA,包括癌细胞特异性的RNA。

当伯克利和博德研究所的研究人员发现使用的原始的Cas13a酶仅能够在特定核苷酸位点(尿嘧啶)对RNA进行切割时,本文中研究者发现了其中三种新型的Cas13a突变体则能够在腺嘌呤位点切割RNA,这种差异性就能够实现同时检测两种不同的RNA分子,比如来自两种不同病毒的RNA。研究者Alexandra East-Seletsky表示,我们通过深入研究发现了具有不同核苷酸的Cas13a家族的其它同系物,这就能够对携带红色和绿色荧光信号的不同受体分子进行同时检测,从而帮助研究者开发多通道的酶类检测系统。

研究者East-Seletsky表示,把Cas13a与RNA靶点结合看作一种开关,靶向作用该开关就能够开启酶类的表达使其成为细胞中的“吃豆人”来切割附近的RNA分子。发表在Nature杂志上的研究报告中,伯克利的研究人员讨论了CRISPR—Cas13a所具有的活性是否能在细菌中扮演关键角色,从而帮助细菌杀灭感染性的病毒或噬菌体,作为一些细菌的部分免疫系统组分,CRISPR—Cas13a能够促进感染的细胞自杀从而帮助抵御其它细菌细胞免于被感染,类似的非CRISPR自杀细菌在其它其中中也存在。

随后研究人员对细菌基因组数据库进行搜寻,发现了10个其它的Cas13a样蛋白,随后研究者对这些蛋白进行了合成,并且评估其切割RNA的能力,其中有7个蛋白类似原始的Cas13a,另外3个则能够对RNA进行切割。基于前期的研究结果,研究人员表示,他们或许能够多元化地使用这些酶类,并且扩展该技术的使用范围,CRISPR-Cas13a家族或许还有其它多种用途,比如进行RNA检测等。最后研究者Doudna说道,我们未来的研究目的就是开发用于多个医疗点诊断的强大Cas13a酶类家族。

7.Mol Ther:重磅!科学家成功利用CRISPR/Cas9消除活体动物的HIV-1感染
doi:10.1016/j.ymthe.2017.03.012

由于病毒能够在潜在的病毒库中隐藏起来,因此彻底治愈HIV感染的愿望目前依然十分渺茫,近日,一项刊登在国际杂志Molecular Therapy上的研究报告中,来自天普大学和匹兹堡大学的研究人员通过联合研究发现,他们能够从活体动物的基因组中切除HIV的DNA从而消除HIV引发的后期感染,同时本文中研究人员也首次在三种不同的动物模型中实现了这一“壮举”,包括人源化的小鼠模型(移植入人类免疫细胞的小鼠模型)和感染病毒的小鼠模型等。

文章中,研究者通过研究首次发现,利用“基因魔剪”CRISPR/Cas9能够完全关闭HIV-1的复制,并且消除动物机体受感染细胞中的病毒。本文研究基于研究人员2016年的一项概念验证研究,此前研究人员利用转基因的大鼠和小鼠模型进行研究,研究者将HIV-1的DNA掺入到了动物模型机体每个组织的基因组中;结果发现,这种策略能够去除实验动物机体中大部分组织基因组中的HIV-1靶向片段。

研究者Hu表示,这项研究的意义非常重大,我们证实了此前研究的结果,同时也改善了基因编辑策略的效率,同时我们发现这种基因编辑策略在另外两种小鼠模型中也是有效的,其中一种模型中小鼠细胞表现出急性感染的状况,另外一种模型在人类细胞中表现出了慢性或潜在的感染。

8.Nature Methods:两种新型 CRISPR 脱靶效应的分析方法
doi:10.1038/nmeth.4278; doi:10.1038/nmeth.4284

昨日,在 Nature Methods 同时刊登的两篇研究中,发表了两种分析 CRISPR/Cas- 9 基因组编辑脱靶效应的新方法。其中一种方法可以鉴定细胞类型特异性 SNP 相关的脱靶突变,另一种则可以检测潜在脱靶切割位点。

第一项研究中,来自麻省综合医院(MGH)和哈弗大学的研究人员开发了一种通过测序体外检测切割效应的方法,称作 CIRCLE-seq,该方法是一种高度灵敏的体外筛查法,比现有识别 CRISPR/Cas9 全基因组脱靶突变的细胞学或生化方法更有效。

研究人员检测了新方法的灵敏性,将靶向 HBB 基因的 sgRNA 的脱靶结果与利用另一种方法 Digenome-seq 识别的脱靶结果进行比较。他们发现 CIRCLE-seq 鉴定出了 Digenome-seq 已检测到的 29 个位点中的 26 个,并且还检测到 156 个其他方法无法检测的新位点。

研究人员表示,“这些结果表明,与 Digenome-seq 检测到的结果相比,CIRCLE-seq 具有更高的信噪比,而且使用的测序 reads 减少了一百倍,这可能是由于该技术在识别全基因组范围脱靶位点方面具有更高的灵敏度。”

第二项研究中,来自驯鹿生物科学实验室和美国杜邦公司的研究人员描述了一种生化方法,称作 SITE-Seq,该技术使用了 sgRNA 编程的 Cas9 对基因组 DNA 中的剪切位点序列进行识别。 “我们使用 SITE-Seq 检测靶向人类基因组的 sgRNA 与 Cas9 的特异性。识别的位点数量依赖于 sgRNA 序列和核苷酸浓度。低浓度条件下鉴定到的位点更有可能是细胞中的脱靶突变。”研究小组说,“细胞中具有活性的脱靶位点会受到 sgRNP 传递、细胞类型和在核苷酸环境接触的持续时间影响。总而言之,我们的结果强调了在评估核苷酸活性和特异性时,将全面的脱靶位点生化识别方法与基于细胞的活性检测方法结合的有效性。”

SITE-Seq 过程包括了选择性的标记、富集、测序,以及将将切割后的基因组 DNA 与对应的参考基因组比对。最终比对结果中,sgRNP 切割产生的位点会生成一个特殊的信号,可以通过计算检测,研究人员还表示,这个信号与 Digenome-seq. 检测到的信号相似。

此外,研究人员在 Cas9 消化处理的人类胚肾基因组 DNA 中检测了该方法,结果发现 SITE-Seq 靶向的 771 个生化切割位点。研究人员接下来将 AAVS1 sgRNA 转染到稳定表达 Cas9–GFP 的 HEK293 细胞中,3 天后进行脱靶编辑。他们从最初的 771 个包含大范围核苷酸替换的位点中选择了 68 个位点进行评估,发现 29 个细胞脱靶位点的突变频率在 0.1%~66.6%。

研究小组在文章提到,“综合考虑,这些数据表明 SITE-Seq 可以确保检测到所有的 sgRNP 生化切割位点,进而精确定位这些在细胞环境中积累了脱靶突变的靶点。”

9.HMG:美国科学家灵长类动物基因编辑试验首获成功
doi:10.1093/hmg/ddx154

小鼠是人类医学进步研究的良好基础模型,然而其机体尺寸和生理学特性的差异也让它们缺少了人类医学研究的重要领域,包括神经学和生殖学领域的研究等。近日,一项刊登在国际杂志Human Molecular Genetics上的研究报告中,来自密歇根州立大学等机构的研究人员通过研究首次利用CRISPR/Cas9基因编辑技术对猕猴胚胎进行了编辑,这也就是在美国进行的首个非人类灵长类动物的基因编辑。

这项研究能够帮助研究人员寻找在非人类的灵长类动物中进行的基因编辑技术,同时以此基因编辑后的灵长类动物作为模型来开发治疗疾病的新型疗法,包括药理学、基于基因和干细胞的疗法等。研究者Keith Latham说道,这项研究中我们首次实现了利用CRISPR在非人类的灵长类胚胎中进行基因编辑;利用非人类的灵长类胚胎进行研究非常重要,因为其非常接近于人类的机体状况,这就能够更好地帮助我们开发更好的疗法,并且有效抑制临床试验中可能出现的一些额外风险。

灵长类动物能够更好地作为人类多种疾病研究的模型,比如在一些外科手术、植入物、假肢的开发和其它疗法中,灵长类动物都要优于啮齿类动物。除了小鼠之外,CRISPR基因编辑技术在很多物种中都表现出了巨大的基因编辑潜力,如今在美国研究人员在灵长类动物中进行基因编辑或许能够让更多的科学家进行模型整合用来进行更为深入的研究。

10.Cell子刊:利用CRISPR编辑干细胞抵抗关节炎
doi:10.1016/j.stemcr.2017.03.022

在一项新的研究中,研究人员利用新的基因编辑技术改造小鼠干细胞,使得它们能够抵抗关节炎和其他的慢性疾病导致的炎症。这些经过改造的干细胞,被称作SMART细胞(Stem cells Modified for Autonomous Regenerative Therapy,干细胞经修饰用于自主再生疗法),产生制造一种抗炎性生物制剂药物的软骨细胞。在理想情况下,这些软骨细胞将替换关节炎性软骨,同时保护关节和其他的组织免受慢性炎症中发生的损伤。相关研究结果于2017年4月27日在线发表在Stem Cell Reports期刊上,论文标题为“Genome Engineering of Stem Cells for Autonomously Regulated, Closed-Loop Delivery of Biologic Drugs”。论文通信作者为华盛顿大学圣路易斯医学院整形外科教授Farshid Guilak博士。

SMART细胞是由来自华盛顿大学圣路易斯医学院、圣地兄弟会圣路易斯儿童医院、杜克大学和Cytex医疗公司(Cytex Therapeutics Inc.)的研究人员合作开发出来的。这些研究人员首先从小鼠尾部提取出皮肤细胞,将它们转化为干细胞。随后,利用基因编辑工具CRISPR对体外培养的干细胞进行编辑,他们移除了炎性通路中的一种关键基因,并且利用编码一种抵抗炎症的生物制剂药物的基因替换它。

11.Nat Biotechnol:新型基因编辑策略或有望攻克癌症
doi:10.1038/nbt.3843

最近,一项刊登在国际杂志Nature Biotechnology上的研究报告中,来自匹兹堡大学医学院的研究人员通过研究利用CRISPR基因编辑技术开发出了一种新型的基因疗法,这种基因疗法能够有效靶向作用促癌“融合基因”,并且改善恶性肝癌和前列腺癌小鼠模型的生存率。

研究者Jian-Hua Luo表示,这项研究中我们首次利用基因编辑技术特异性地靶向作用癌症融合基因,这也为后期我们开发治疗癌症的新型疗法提供了一定线索。融合基因通常和癌症发病相关,当先前分离的基因结合在一起候就会形成融合基因,随后融合基因就会产生一种异常蛋白诱发癌症发生。

当前研究中,研究人员成功利用CRISPR-Cas9基因编辑技术靶向作用融合基因所形成的特殊DNA序列,研究者利用病毒来运输基因编辑工具,对融合基因中的突变DNA进行切割,同时以能够诱发癌细胞死亡的基因替换突变的DNA,由于融合基因仅在癌细胞中存在,因此基因疗法就具有高度的特异性,当基因疗法进入临床试验后其往往也会带来更少的副作用。

研究人员利用接受人类前列腺癌细胞和肝癌细胞移植物的小鼠模型进行研究,对癌症融合基因进行编辑能够使得肿瘤尺寸降低30%,在为期8周的观察性研究中,并没有小鼠表现出任何癌症转移迹象,所有小鼠均存活。相比较而言,在利用病毒治疗切除另外一种并非在肿瘤中存在的融合基因的对照小鼠中,肿瘤尺寸增加了将近40倍,而且大部分动物机体中都观察到了癌症转移,在实验结束之前所有的动物都死亡了。

12.Nat Biotechnol:新型模型或有望帮助开发根治结肠癌的新型疗法
doi:10.1038/nbt.3836; doi:10.1038/nbt.3837

图片摘自:Wikipedia/CC BY-SA 3.0

日前,发表在国际杂志Nature Biotechnology上的一篇研究报告中,来自MIT的研究人员利用CRISPR基因编辑系统对小鼠进行研究发现,小鼠机体中或许能够产生和人类机体肿瘤非常相似的结肠肿瘤,相关研究或能帮助科学家阐明疾病进展的分子机制以及开发新型的治疗方法。

一旦形成后很多实验性的肿瘤都会扩散到肝脏中,这就好像人类结肠癌的惯用做法,这些转移是诱发结肠癌患者死亡的主要原因。然而这也是结肠癌研究中缺失的重要一环,目前并没有可靠的方法能够阐明原发性肿瘤从结肠部位转移到肝脏中的具体过程。研究者Tyler Jacks说道,基于CRISPR的基因编辑技术能够为癌症研究带来革命性的改变,包括更加快速且精准的构建小鼠模型,当然本文研究就是一个很好的例子。

这项最新研究中,研究人员就利用CRISPR技术在类器官中引入了促癌突变,随后通过结肠镜检查将产生突变的类器官运输到结肠中,这样其就能够进行吸附并且形成肿瘤组织了。研究者Yilmaz表示,我们能够将3-D迷你肠肿瘤植入到受体小鼠的结肠中,这就能够对人类疾病的多个方面进行清楚研究和描述了。

研究者表示,在人类患者中,突变绝对不会只发生一次,随着肿瘤的进展突变会不断发生,而且其还会促进肿瘤变得恶性,更具侵袭性和转移性,如今研究者就需要在小鼠中模拟这些状况。随后研究人员让类器官携带一种名为APC的基因突变,这种基因突变是引发80%结肠癌患者的癌症起始突变,一旦肿瘤建立,其就会引入另外一种名为KRAS的突变,这种突变在结肠癌和很多类型的癌症中都存在。

随后科学家们通过对APC基因进行编辑,将CRISPR系统组分直接运输到结肠壁中来快速模拟结肠癌,同时他们加入CRISPR组分来对p53基因进行编辑,研究者Roper说道,这种新方法能够将过去开发遗传工程化小鼠的两年时间缩减到如今的几个月,同时还加入了携带CRISPR的基本基因编辑技术,同时研究者还利用p53和KRAS阐明了这一原则,CRISPR编辑技术和类器官的移植方法能够被用来快速模拟任何可能性的癌症相关基因。

这项研究中,研究者还能够将来自患者机体中的肿瘤细胞生长在类器官中,随后这些类器官能够被植入到小鼠机体中,这就为医生们提供了一种新方法来进行个体化医学的研究,这样他们就能够检测多种疗法抵御患者自身肿瘤细胞的疗效。目前研究者Yilmaz及其同事正在利用这些技术来研究诸如代谢、饮食以及老化等多种因子影响结肠癌发展的分子机制,同时研究人员还希望利用这种新技术来对潜在的新型结肠癌药物进行检测。

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