2017年8月CRISPR/Cas亮点盘点

2017年8月29日—基因组编辑技术CRISPR/Cas9被《科学》杂志列为2013年年度十大科技进展之一,受到人们的高度重视。CRISPR是规律间隔性成簇短回文重复序列的简称,Cas是CRISPR相关蛋白的简称。CRISPR/Cas最初是在细菌体内发现的,是细菌用来识别和摧毁抗噬菌体和其他病原体入侵的防御系统。

即将过去的8月份,有哪些重大的CRISPR/Cas研究或发现呢?小编梳理了一下这个月生物谷报道的CRISPR/Cas研究方面的新闻,供大家阅读。

1.Cell子刊:我国科学家成功利用CRISPR/Cas9靶向CCR5基因产生HIV抵抗力
doi:10.1016/j.ymthe.2017.04.027

小部分人携带着基因CCR5(该基因编码一种在免疫细胞表面上发现的受体)纯合突变,这种纯合突变抑制HIV侵入这些免疫细胞。如今,在一项新的研究中,为了模拟这种天然抵抗力,来自中国疾病预防控制中心、北京大学、解放军307医院、军事医学科学院和广州军区广州总医院的研究人员在人胎儿肝脏造血干/祖细胞(hematopoietic stem/progenitor cell, HSPC)中让CCR5基因发生突变,并且证实在移植到小鼠体内后,这些HSPC细胞能够阻断HIV感染。相关研究结果发表在2017年8月2日的Molecular Therapy期刊上,论文标题为“CRISPR/Cas9-Mediated CCR5 Ablation in Human Hematopoietic Stem/Progenitor Cells Confers HIV-1 Resistance In Vivo”。

在这项新的研究中,解放军307医院造血干细胞移植科主任陈虎(Hu Chen)教授和北京大学干细胞研究中心主任邓宏魁(Hongkui Deng)教授和他们的同事们利用CRISPR/Cas9破坏了CD34+HSPC细胞中的CCR5基因。他们证实他们的基因编辑效率为21%~28%,高于利用ZFN方法报道的基因编辑效率:17%。

这项研究是首次利用CRISPR在动物模型中成功地让HSPC细胞发生持续长时间的CCR5突变。邓宏魁教授和陈虎教授在他们联合发送给《科学家》杂志的电子邮件中写道,“CRISPR的优势之一在于它具有较高的细胞转染效率。”

这些研究人员证实这些经过CRISPR编辑的HSPC细胞能够成功地在小鼠体内定植,而且这些细胞能够经过分化,在47周内产生一系列正常的免疫细胞。他们还证实从这些发生HSPC细胞定植的小鼠体内分离出这些经过CRISPR编辑的HSPC细胞,随后能够将它们再次移植到另一组小鼠体内。

接下来,这些研究人员让接受发生CCR5基因编辑或者未发生编辑的人CD34+HSPC细胞移植的小鼠接触一种利用CCR5侵入T细胞的HIV毒株。相比于携带着正常的人HSPC的小鼠而言,在携带这些接受编辑的人HSPC细胞的小鼠中,HIV RNA水平在感染的最初几周内发生下降,而且CD4+ T细胞数量下降得更少。

2.Cell:中美科学家开发出CAPTURE技术原位分析染色质相互作用
doi:10.1016/j.cell.2017.08.003

在一项新的研究中,来自中国科学院上海生命科学研究院、复旦大学、清华大学和美国德克萨斯大学的研究人员开发出一种新的系统来鉴定和描述控制人基因组中的调节性DNA序列活性的分子组分。相关研究结果发表在2017年8月24日的Cell期刊上,论文标题为“In Situ Capture of Chromatin Interactions by Biotinylated dCas9(利用生物素化的dCas9原位捕获染色质相互作用)”。论文通信作者为复旦大学生物医学研究院周锋(Feng Zhou)研究员和德克萨斯大学西南医学中心的徐剑(Jian Xu)教授。

这种系统被称作CAPTURE(CRISPR Affinity Purification in situ of Regulatory Elements, 原位CRISPR亲和纯化调节元件),提供一种同时分离基因组序列结合蛋白以及研究它们与RNA和DNA之间的相互作用的方法。

CAPTURE方法是通过改变CRISPR基因组编辑系统的用途而被开发出来的。CRISPR系统包括Cas9蛋白,即一种经向导RNA(gRNA)引导结合到靶DNA上的酶。CAPTURE的工作机制是利用gRNA将一种失活的Cas9版本(dCas9)引导到研究人员想要研究的DNA序列元件上,而且dCas9接受生物素标记。随后,生物素化的dCas9—与其他的蛋白、RNA和跟dCas9在染色体上的位置相关联的DNA序列一起—经过链霉亲和素亲和纯化,就能够被分离出来和接受研究。这就使得鉴定和描述整个基因组中的调节区域和与这些调节区域结合的蛋白成为可能。

作为概念研究,这些研究人员利用CAPTURE方法成功地鉴定出很多已知的和新的人端粒结合蛋白。端粒是短的位于染色体末端的重复DNA序列,保护着我们的染色体免受磨损或与附近的染色体融合在一起。接着,他们在人血细胞中发现了调节异常的β-珠蛋白基因表达的新机制。β-珠蛋白是血红蛋白的一个至关重要的亚基,而血红蛋白负责我们的肺部和身体组织之间的氧气和二氧化碳交换。β-珠蛋白基因表达变化与遗传性血红蛋白疾病(如镰状细胞疾病)相关联。当前,镰状细胞疾病影响着世界5%的人口。

3.Nature:重磅!利用CRISPR–Cas9成功校正人胚胎中的致病性突变
doi:10.1038/nature23305

近日,关于一个科学家小组首次在美国对活的人胚胎进行基因编辑的消息传开了。不过,这一成就的细节在当时是粗略的。如今,他们在线发表了他们的结果,揭示出他们成功地校正导致心脏病的MYBPC3基因突变。相关研究结果于2017年8月2日在线发表在Nature期刊上,论文标题为“Correction of a pathogenic gene mutation in human embryos”。

美国哈佛大学-麻省理工学院布罗德研究所遗传学家George Church(未参与这项研究)告诉《科学家》杂志,“这是一个非常重大的里程碑。人们对美国丧失它的优势感到焦虑不安,这是因为中国正在取得进展。但是这项精心设计的研究仅是花了较长的时间就获得丰硕的成果。”

2015年,中国科学家们首次报道将CRISPR在人胚胎中使用(Protein & Cell, doi:10.1007/s13238-015-0153-5)。在那项报道下,人胚胎具有阻止它们自己存活的染色体异常。而在这项新的研究中,受精卵是有活力的,它们唯一的麻烦在于遗传自父本的MYBPC3基因发生仅4个碱基对的小缺失。

4.Science:重磅!异种移植有望成为现实!利用CRISPR/Cas9首次培育出不含内源性逆转录病毒的猪
doi:10.1126/science.aan4187

作为一家专注于将异种移植转化为一种拯救生命的医疗手段的生物技术公司,eGenesis公司宣布该公司的科学家们和他们的合作者们在一项新的研究中证实利用CRISPR/Cas9让猪内源性逆转录病毒(porcine endogenous retroviruses, PERV)失活可阻止跨物种病毒传播,从而使得他们在成功地培育首批不含PERV的猪方面取得突破。这也是异种移植的一个重要的里程牌。相关研究结果于2017年8月10日在线发表在Science期刊上,论文标题为“Inactivation of porcine endogenous retrovirus in pigs using CRISPR-Cas9”。

异种移植涉及将动物器官移植到人体中,是一种有前景的方法,有助缓解用于人体移植的严重器官短缺。然而迄今为止,PERV的跨物种传播风险和其他的问题阻碍着它在人体中的使用。eGenesis公司致力于利用CRISPR技术提供安全而又有效的在猪体内培养的可移植人细胞、组织和器官,以便解决全世界几十万名患者的迫切需求。

5.科学家建人造精子介导高效产生点突变新方法
doi:10.1016/j.jgg.2017.07.004

中科院生化与细胞所李劲松研究组和第二军医大学附属长征医院袁文课题组在一项最新的研究中,结合 CRISPR-Cas9 基因编辑技术和半克隆技术,实现了点突变小鼠的高效制备。相关研究成果日前在线发表于国际学术期刊《遗传学报》。

建立点突变小鼠模型,尤其是致病基因点突变的小鼠模型,对研究基因的功能和疾病的致病机制至关重要,但是通过传统的同源重组编辑胚胎干细胞的方法耗时耗力。近年来,通过 CRISPR-Cas9 直接注射受精卵可以获得到携带点突变的小鼠,但产生携带点突变小鼠的效率不高且存在个体基因型嵌合的现象。李劲松研究组的前期研究建立了小鼠孤雄单倍体胚胎干细胞(AG-haESCs)及将其注入卵子获得健康小鼠的半克隆技术,进一步优化该技术获得了能稳定高效产生半克隆小鼠的单倍体干细胞(又称为“人造精子”),为快速制备携带目的点突变小鼠模型提供了新方法。研究人员首先采用携带点突变的单链寡脱氧核苷酸(ssODN,长度为 99 碱基)作为修复模板与 CRISPR-Cas9 共同转入单倍体细胞中,发现随着目的突变位点与 Cas9 酶切割位点(即 DNA 双链断开位点)距离的增加,同源重组获得携带突变位点细胞的效率急剧下降。当距离≥10bp 时,采用 ssODN 为模板的效率低至无法检测,无法获得携带这些位点的突变细胞。为此,项目组构建了携带点突变的双链载体作为模板(长度为 258bp-2.1kb),发现可以显着提高同源重组效率;同时,发现当载体长度在 1 -1.5kb 时,同源重组效率最高。研究人员进而建立了携带点突变的单倍体细胞系,并通过卵子注射高效获得携带目的点突变的小鼠模型。研究人员提出在致病点突变的模拟过程中,当突变位点与 DNA 双链断开位点距离<10bp 时,可以选用 ssODN 为模板;当突变位点与 DNA 双链断开位点距离≥10bp 时,采用载体作为模板时会有较高的效率。

6.Cell Res:科学家利用猴子模型取得自闭症研究新进展
doi:10.1038/cr.2017.95

SHANK3结构域的突变是最典型的一类人类自闭症相关遗传缺陷。遗传改造过的突变体小鼠是研究该蛋白在自闭症发病过程中的病理学功能的最佳工具。然而,由于人与小鼠的大脑存在明显的区别, 因此小鼠模型中得出的结论往往难以适用于临床实践。最近,来自中科院遗传与发育研究所张永清博士课题组首次利用SHANK3缺陷型猴子模型发现了其神经发育的障碍。

利用CRISPR/Cas9技术,作者将猕猴胚胎中的SHANK3基因进行改造,成功得到了三个存在独特基因突变的后代,之后他们通过免疫组化等方式分析了猴子的各个组织中基因的突变情况。

后续的试验表明,SHANK3的突变会导致突触后蛋白质,例如GluN2B、PSD95、mGluR5等的下调,并且会导致Homer1b/c在细胞中的聚集。此外,突变体猴子的大脑前叶区成熟的神经元数量有明显降低,而星形细胞的数量则有明显增加。

7.Science:重大突破!揭示III型CRISPR-Cas系统中的一种环寡腺苷酸信号通路
doi:10.1126/science.aao0100; doi:10.1126/science.aao2210

图片来自Science, doi:10.1126/science.aao0100

为了解决这个问题,在一项新的研究中,来自立陶宛维尔纽斯大学的研究人员研究了嗜热链球菌(Sterptococcus thermophilus)III-A型CRISPR-Cas系统中的Cas10(以下称StCas10)是否具有ATP依赖的催化活性。他们通过生化反应实验证实在嗜热链球菌Csm(以下称StCsm)复合物中,Cas10亚基的GGDD基序负责将ATP转化为一种未知的反应产物X,而且这种反应依赖于Mn2+, Co2+或Zn2+,此外也较低程度地依赖于Mg2+或Fe2+。当然最为关键的是,这种反应特别依赖于靶RNA识别和crRNA 5’-柄与靶RNA的3’端侧边序列之间的非互补性。

为了确定反应产物X的身份,这些研究人员利用聚丙烯酰胺凝胶电泳、HPLC和质谱技术证实反应产物X是一种环寡腺苷酸(cyclic oligoadenylate, cOA)混合物,其中环三腺苷酸(cA3)是主要的产物。这就表明作为对病毒核酸入侵作出的反应,在StCsm复合物中,Cas10亚基的GGDD活性位点催化cOA合成。鉴于基于核苷酸的小分子化合物,如cAMP、cGAMP、p2Gpp、p3Gpp和NAADP,在多种有机体中作为信号分子发挥作用,他们猜测这些cOA也可能是原核生物的抗病毒防御通路中的信号分子。考虑到这些基于核苷酸的信号分子通常结合到传感蛋白(sensory protein)上,他们也想要鉴定出cOA的传感蛋白。

为了理解Csm6蛋白在嗜热链球菌CRISPR-Cas免疫系统中的作用,这些研究人员发现StCsm6和StCsm6’表现出不依赖于金属离子的单链RNA(ssRNA)降解活性,而且这种降解活性依赖于保守的HEPN活性位点上的氨基酸残基:RXXXXH。显著的是,它们的ssRNA降解活性是较弱的,仅在较高的蛋白浓度(微摩尔范围)下才是明显的。他们猜测StCsm复合物产生的cOA可能作为StCsm6和/或StCsm6’的CART结构域的配体发挥作用。他们首先证实cOA混合物显著地增加StCsm6和StCsm6’的单链RNA酶活性,降低所需的蛋白浓度大约1000倍,而且它们不能够降解双链RNA(dsRNA)和单链DNA(ssDNA),这意味着它们是ssRNA特异性的核酸酶。此外,通过开展一系列实验,他们证实StCsm6和StCsm6’的CARF结构域作为StCsm复合物产生的cOA配体的传感蛋白发挥作用。

为了确定哪种cOA是StCsm6和StCsm6’的激活物,这些研究人员开展核酸酶测试,结果揭示出在所有测试过的cOA中,仅cA6(环六腺苷酸)激活StCsm6和StCsm6’的RNA酶活性。有趣的是,是cA4(环四腺苷酸)而不是cA6激活TtCsm6的RNA酶活性。在相同的反应条件下,线性的寡腺苷酸并不激活StCsm6或TtCsm6。这似乎表明cOA是多种III型CRISPR-Cas系统中通用的信号分子。这一发现提示着Csm6/Csx1和与Csm/Cmr复合物结合的其他CARF家族蛋白可能是由cOA调节的。

8.Nature Plants:微生物所等发表植物基因组编辑研究综述
doi:10.1038/nplants.2017.107

序列特异性核酸酶使得基因组编辑成为可能,快速推动了基础和应用生物学的发展。CRISPR-Cas9系统自出现以来,作为可转化植物的基因组编辑工具已得到广泛应用。CRISPR-Cas9对基因组靶位点进行定向切割,造成DNA双链断裂。DNA双链断裂主要通过两种高度保守的机制进行修复,即非同源末端连接(Non-homologous end joining, NHEJ)和同源重组(Homologous recombination, HR)。通过NHEJ方式,断裂的DNA会重新连接,但往往是不精确的,断裂位置会产生少量核苷酸的插入或删除,通常产生基因敲除突变体;与之相反,HR方式以同源序列为模板进行合成修复,可以产生精确的定点替换或插入突变,精准编辑靶基因。通过基因组定向突变进行基因功能鉴定和性状改良在植物中已得到广泛应用。然而,在植物中进行精准基因组编辑的需求极其迫切,尤其是对于那些难以转化的物种。目前,新开发出来的Cas9变体、新型RNA导向的核酸酶、碱基编辑系统和无DNA的CRISPR-Cas9递送方法都为植物基因组工程提供了前所未有的机遇。近日,中国科学院微生物研究所邱金龙研究组最近发表文章综述了植物基因组编辑的现状,重点关注由于植物基因组编辑的自身特点所带来的特殊挑战和机遇,并介绍了新近发展出的基因组编辑工具、方法及其在植物中潜在的应用。文章最后还展望了植物基因组编辑的前景和未来方向。

9.Cell:重磅!利用改进的CRISPR/Cas9系统校正微卫星重复扩增疾病中的RNA缺陷
doi:10.1016/j.cell.2017.07.010

在此之前,CRISPR-Cas9基因编辑技术仅能够被用来操纵DNA。在2016年的一项研究中,美国加州大学圣地亚哥分校医学院的研究人员在一种被称作RNA靶向性Cas9(RNA-targeting Cas9, RCas9)的方法中改变这种技术的用途,利用它追踪活细胞中的RNA(Cell, doi: 10.1016/j.cell.2016.02.054)。在一项新的研究中,这些研究人员将RCas9又向前推进一步:他们利用这种技术校正导致微卫星重复扩增疾病(microsatellite repeat expansion diseases)的分子错误。相关研究结果于2017年8月10日在线发表在Cell期刊上,论文标题为“Elimination of Toxic Microsatellite Repeat Expansion RNA by RNA-Targeting Cas9”。微卫星重复扩增疾病包括1型肌强直性营养不良、2型肌强直性营养不良、最为常见的遗传性肌萎缩性脊髓侧索硬化症(ALS)和亨廷顿舞蹈病。

这些研究人员在实验室针对导致微卫星重复扩增疾病的RNA测试了这种新的RCas9系统。RCas9清除了95%以上的与1型肌强直性营养不良、2型肌强直性营养不良、最为常见的ALS和亨廷顿舞蹈病相关的RNA病灶。这种方法也清除了95%的在实验室培养的患者肌强直性营养不良细胞中存在错误的重复性RNA。

另一种衡量成功的指标在于MBNL1。MBNL1是一种在正常情形下结合到RNA上的蛋白,但是1型肌强直性营养不良中的RNA病灶阻止它结合到它的上百种天然的RNA靶标上。当这些研究人员采用RCas9时,他们在患者肌肉细胞中逆转了93%的存在功能障碍的RNA靶标,而且这些细胞最终类似于健康的对照细胞。

10.Science:公众对人体基因组编辑的态度虽然各异,但都认为应开展对话
doi:10.1126/science.aan3708

在一项新的研究中,这些研究人员评估了美国人对开展人体基因组编辑的看法,以及他们的态度如何推动公众讨论。他们发现公众对它的使用存在分歧,但一致同意开展对话是比较重要。相关研究结果发表在2017年8月11日的Science期刊上,论文标题为“U.S. attitudes on human genome editing”。

相比于大众针对这种技术的态度的之前研究,这项新的研究采取了一种存在更多细微差别的方法,研究了针对利用基因编辑用于疾病治疗或人体强化(human enhancement)的公众意见,以及针对能够遗传或不能遗传的基因编辑的公众意见。

这些研究人员,包括Scheufele、威斯康星大学麦迪逊分校生命科学传播教授Dominique Brossard和威斯康星大学麦迪逊分校传播艺术教授Michael Xenos,首先调查了研究参与者对利用基因编辑治疗疾病或进行人体强化(制造所谓的“设计婴儿”)的看法。尽管大约三分之二的参与者对治疗性编辑表达了至少一些支持,但是仅三分之一的参与者支持利用这种技术进行人体强化。

11.AJHG:11家遗传学机构呼吁谨慎使用人类生殖细胞基因组编辑技术
doi:10.1016/j.ajhg.2017.06.012

日前,11个从事遗传学研究的组织关于对人类生殖细胞系进行基因组编辑发布了一份声明,声明中研究人员不推荐在人类怀孕达到顶峰时进行基因组编辑,但研究人员希望将体外研究推向潜在的临床应用中。相关研究刊登于国际杂志The American Journal of Human Genetics上。

来自斯坦福大学的遗传学教授Kelly E. Ormond表示,我们的基因组编辑组包括来自人类遗传学子领域的一些专家以及来自多个健康系统和研究领域的研究人员。自从2013年基因魔剪CRISPR/Cas9系统的出现以来,由于该基因编辑工具能够在多个细胞类型和物种中进行有效个体化地编辑,因此该工具在遗传学研究领域很快就被广泛使用了起来。

当考虑到在生殖细胞中进行基因组编辑的众多问题以及目前的科学现状,研究人员同意如下观点:1)在以人类怀孕为最终目的时不太适合进行生殖细胞的基因组编辑;2)我们并没有理由组织进行体外的生殖细胞基因组编辑(在适当的监督和管理下),当然也并不能阻止对诸如这样的研究进行组织。

此外,在进行生殖细胞基因组编辑的临床应用之前,研究者认为应该做到以下几点:1)必须有令人信服的理由来使用这种方法;2)有支持临床应用的证据基础;3)必须有伦理辩护;4)必须透明和公开。最后研究者Ormond教授说道,在未来几年里,随着基础科学研究过渡到基因组编辑研究领域,我们也敦促利益相关放应当将重要的伦理道德和社会讨论联系起来。

12.Nat Med:人基因变异可能让CRISPR基因编辑复杂化
doi:10.1038/nm.4377

我们的DNA上的自然差异可能通过抑制Cas9切割合适的基因靶标或者任何一种靶标的能力,降低CRISPR对人类基因组进行精准编辑的能力。详细地分析这个问题的严重程度,可能对基因组编辑技术如何在临床试验中进行测试和它们是否能够被广泛地使用产生影响。这种分析的结果于2017年7月31日在线发表在Nature Medicine期刊上,论文标题为“Implications of human genetic variation in CRISPR-based therapeutic genome editing”。

在这项新的研究中,布罗德研究所的David Scott和Feng Zhang分析了来自外显子组集合联合(Exome Aggregation Consortium, ExAC)和千人基因组(1,000 Genomes, 1000GP)数据库的数据,结果发现DNA差异显著地影响Cas9等RNA引导的核酸内切酶的作用效果。ExAC和1000GP数据库收录了人类基因变异方面的数据。

作为这项研究的一部分,Scott和Zhang研究了针对与影响大脑、肾脏、胆固醇和血管生长等的疾病相关联的12个基因设计的单个向导RNA(gRNA)。依赖于基因上存在的人基因组特征,这些gRNA的脱靶位点数量位于0到10000多个之间。

Zhang和Scot说,GUIDE-seq和CIRCLE-seq等筛选策略能够在全基因组范围内揭示RNA引导的核酸酶的脱靶切割活性,应当被用来准确地找到针对特定疾病的最佳的gRNA-核酸酶组合。

13.Cell子刊:重磅!利用CRISPR/Cas9成功清除一条完整的染色体
doi:10.1016/j.ymthe.2017.05.021

在一项新的研究中,来自澳大利亚阿德雷德大学的研究人员利用CRISPR-Cas9基因组编辑技术成功地清除了一条完整的小鼠染色体。在XY小鼠胚胎干细胞中,他们在体外在Y染色体的着丝粒或长臂上产生许多双链断裂,从而导致Y染色体片段化,并且在这种小鼠胚胎干细胞中消失。当在体内在小鼠胚胎中采用这种着丝粒靶向方法时,这也会导致Y染色体丢失。相关研究结果发表在2017年8月2日的Molecular Therapy期刊上,论文标题为“Targeted Deletion of an Entire Chromosome Using CRISPR/Cas9”。

这些研究人员着手探究CRISPR-Cas9基因组编辑技术是否能够适用于由额外的染色体导致的非整倍体(aneuploidy)。他们首先在体外在41个位点切割Y染色体的着丝粒,随后观察到在90%的接受这种处理的细胞中,Y染色体是不能够检测到的,相比之下,对未接受处理的细胞而言,这一数字是13%。类似地在298个位点上切割Y染色体的长臂会导致95%的细胞丢失它们的Y染色体。

这些研究人员随后利用靶向Y染色体着丝粒上的41个位点的CRISPR-Cas9处理27个雄性小鼠受精卵。在所产生的胚胎当中,仅8个含有一条Y染色体。

14.Human Gene Therapy:中科院广州生物院陈小平课题组发表原代T细胞基因编辑和艾滋病基因治疗研究进展
doi:10.1089/hum.2017.032

2017年6月9日,基因治疗领域权威杂志human Gene Therapy在线发表了中国科学院广州生物医药与健康研究院陈小平课题组的最新研究成果。该研究首次利用最新的CRISPR/Cas9基因编辑技术,对人原代CD4+T细胞的两个重要受体CXCR4和CCR5基因进行双敲除,并对基因修饰过的T细胞进行体外的攻毒试验,证明双敲除的CD4+T细胞可以同时抵御X4-嗜性和R5-嗜性的HIV-1病毒株感染,为未来开展基于T细胞的艾滋病基因治疗提供了更为高效和安全的技术平台。该成果是博士研究生余松林等在导师陈小平指导下完成的。

CD4+T细胞是HIV-1感染人体的主要靶细胞,也是艾滋病基因治疗的重要功能性细胞。CCR5是HIV-1感染CD4+T细胞的主要共受体。随着病毒感染的推进,病毒嗜性从R5-嗜性向X4-嗜性转变,并最终导致患者进展到AIDS期。因此,对于慢性期HIV-1感染者,同时敲除CXCR4和CCR5将可能阻断任何单一嗜性和双嗜性病毒的侵袭,从而提供双重保护,实现艾滋病的功能性治愈。

研究人员采用最新的CRISPR/Cas9基因编辑工具,通过改进传递方法,优化转染条件,最终实现了原代T细胞的多基因敲除。对修饰后细胞的功能验证表明,CXCR4/CCR5双敲除的T细胞的生长和增殖能力、细胞凋亡水平与未修饰过的T细胞没有显着差异。但是,经过双受体基因修饰的CD4+T细胞可以有效抵御双嗜性HIV-1病毒株的感染。考虑到体内模型中,患者自身存在的HIV-1可以提供病毒选择压力,自然选择出CXCR4/CCR5基因敲除的CD4+T细胞,从而建立起对病毒的有效防护,因此可预期在体内研究中或可取得更为显着的抗病毒治疗效果。

15.Plant Biotechnology Journal:农科院生水稻所王克剑研究组找到提高水稻基因组编辑效率方法
doi:10.1111/pbi.12771

2017年6月12日,国际期刊《plant Biotechnology Journal》在线发表了中国农业科学院水稻研究所王克剑课题组和中科院遗传所李家洋课题组合作完成的“提高CRISPR-Cas9-VQR系统在水稻中的基因组编辑效率”研究论文。研究显着提高了CRISPR-Cas9-VQR系统在水稻中的基因组编辑效率。硕士研究生胡熙璕和遗传所助理研究员孟祥兵为论文共同第一作者,李家洋研究员和王克剑研究员为共同通讯作者。

CRISPR-Cas9系统已经广泛应用于基因组编辑。但是该系统在进行基因组编辑时,除需要特异识别靶序列之外,还需要特异识别一段NGG的邻近核苷酸序列,这大大限制了该系统的编辑位点选择范围。在前期的研究中,课题组通过对Cas9蛋白进行定点突变,获得了Cas9蛋白的VQR变体,并在水稻基因组中成功实现对NGA邻近序列的编辑,极大的扩展了基因编辑位点的选择范围(Hu et al., 2016. molecular Plant),然而CRISPR-Cas9-VQR系统与原CRISPR-Cas9系统相比较,其编辑效率依然偏低,这限制了该系统在水稻中的推广应用,为此,本研究通过优化sgRNA的结构以及使用水稻内源性强启动子来驱动VQR变体的表达,成功将CRISPR-Cas9-VQR系统的编辑效率提高到了原有系统的3到7倍。

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